Jąderko

Jąderko jest zawarte w jądrze komórkowym.

Jąderko (liczba mnoga nukleoli) jest dużym, wyraźnym, sferoidalnym podprzedziałem jądra komórek eukariotycznych, który jest miejscem syntezy rybosomalnego RNA (rRNA) i montażu podjednostek rybosomalnych. Jąderko jest czasami określane jako „organella bezbłonowe” lub „organelle bez błony jądrowej” w szerszym znaczeniu terminu organelle; jednakże, jąderko nie posiada błony i dlatego nie jest organellą w bardziej technicznym znaczeniu struktur, które są oddzielnie zamknięte w swojej własnej błonie lipidowej. Większość komórek roślinnych i zwierzęcych ma jedno lub więcej jąderek, ale niektóre typy komórek nie mają żadnego.

Jąderko jest wysoce dynamiczną strukturą, z której składniki są rozproszone na początku mitozy i są ponownie montowane na końcu podziału komórki. To skomplikowane ciało działa we współpracy z innymi komponentami jądrowymi, aby zapewnić cenną funkcję dla komórki. Jednakże, gdy ta złożona koordynacja w komórkach ludzkich jest zaburzona, np. przez infekcję wirusową, mutacje wrodzone lub zwiększoną aktywność, może dojść do kilku chorób ludzkich.

Przegląd

Schemat typowej komórki zwierzęcej, pokazujący składniki subkomórkowe. Organelle:
(1) nukleol
(2) jądro
(3) rybosomy (małe kropki)
(4) pęcherzyk
(5) szorstkie retikulum endoplazmatyczne (ER)
(6) aparat Golgiego
(7) cytoszkielet
(8) gładkie retikulum endoplazmatyczne (ER)
(9) mitochondria
(10) wakuola
(11) cytoplazma
(12) lizosom
(13) centriole w obrębie centrosomu

Jądro jest dużą i wyraźną strukturą jądrową, która jest wysoce zorganizowana i nie posiada błony. Główną funkcją jąderka jest biogeneza i montaż elementów rybosomów (rRNA, białka rybosomalne). To miejsce transkrypcji rybosomalnego DNA (rDNA) określane jest mianem „maszyny produkującej rybosomy” (Alberts i wsp. 1989). Jąderko można uwidocznić za pomocą mikroskopii elektronowej, natomiast jego organizację i dynamikę można badać za pomocą znakowania białkami fluorescencyjnymi i odzyskiwania fluorescencji po fotobieleniu (FRAP).

W komórce niemitotycznej, obserwowanej pod mikroskopem świetlnym, jąderko jest najbardziej oczywistą strukturą w jądrze (Alberts i wsp. 1989). Jednak w początkowych fazach podziału komórki jąderka ulegają fragmentacji (nie są już widoczne w metafazie). W momencie przejścia między telofazą a interfazą. łączą się one ponownie wokół regionów chromatyny, w których ponownie inicjowana jest transkrypcja rDNA. Sekwencje rDNA kodują cząsteczki rRNA (rybosomalnego RNA) rybosomów.

Zamiast być związanym przez błonę, nukleolus wydaje się być zbudowany ze specyficznego wiązania ze sobą niedokończonych prekursorów rybosomów, tworząc dużą sieć (Alberts i wsp. 2004). Można wyróżnić trzy regiony nukleolu: fibrylarne centrum (zawierające DNA, które nie jest aktywnie transkrybowane), gęsty element fibrylarny (zawierający cząsteczki RNA podlegające transkrypcji) oraz element ziarnisty (zawierający dojrzewające cząsteczki prekursorów rybosomalnych) (Alberts i wsp. 1989). Ten późniejszy region pomaga uczynić granicę z otaczającą nukleoplazmą wyraźną, pomimo braku błony.

Ponieważ nukleoleole przeprowadzają produkcję i dojrzewanie rybosomów, duża liczba rybosomów znajduje się w ich wnętrzu. Uważa się, że oprócz biogenezy rybosomów, jąderka pełnią także inne role w aktywności komórkowej. Dodatkowo, według najnowszych badań, nukleolus jest również odpowiedzialny za handel różnymi wybitnymi gatunkami małych RNA. Nukleol pomaga im w procesie dojrzewania i w drodze do ostatecznego miejsca przeznaczenia w komórce. Co więcej, chociaż nukleolea stają się niewidoczne podczas podziału komórki, ostatnie badania wykazały, że są one zaangażowane w regulację cyklu komórkowego. Kilka z jego nietradycyjnych ról obejmuje interakcję z komponentami wirusowymi, regulację aktywności supresorów nowotworów i onkogenów, składanie cząsteczek rozpoznających sygnały, modyfikację małych nici RNA, kontrolę starzenia się i modulację funkcji telomerazy.

Wcześniej cytolodzy byli tak zainteresowani łatwo widocznymi jąderkami, że w przeglądzie z 1898 r. wymieniono około 700 pozycji (Alberts et al. 1989). Cytolodzy wykazali do lat 40-tych, że jąderka zawierają wysokie stężenia RNA i białek (Alberts i wsp. 1989). W 1964 roku John Gurdon i Donald Brown odkryli jądra komórkowe u afrykańskiej żaby szponiastej Xenopus laevis. Stwierdzili, że 25 procent jaj żaby nie miało jąderka i że takie jaja nie były zdolne do życia. Połowa jaj miała jedno nukleolus i 25 procent miało dwa. Doszli do wniosku, że nukleolus miał funkcję niezbędną do życia. W 1966 Max L. Birnstiel und Hugh Wallace wykazały poprzez eksperymenty hybrydyzacji, że nucleoli kodować dla rybosomalnego DNA.

Morfologia jąderka

Nukleoleolea składa się zwykle z trzech morfologicznie odrębnych regionów, które można uwidocznić za pomocą mikroskopii elektronowej (EM) (Hernandez-Verdun 2006a; 2006b; Olson i Dundr 2005; Raška et al. 2006; Thiry i Lafontaine 2005):

1. Centrum fibrylarne (FC):

• lekko wybarwione przy obserwacji przez EM
• składające się z „fibryli” (± 50Ǻ w Ø)
• obecność pol I i UBF
• wiele FC w jednym nukleolu
• zajmuje tylko 1-2 procent całkowitej objętości nukleolu

2. Gęste centrum fibrylarne lub gęsty komponent fibrylarny (DFC):

• wokół FC
• składa się z „gęsto upakowanych włókien” (30-50 Ǻ w Ø)
• zajmuje dużą część jąderka, ± 17 procent i w przybliżeniu odzwierciedla zaangażowanie jąderka w biogenezę rybosomów

3. Region ziarnisty lub komponent ziarnisty (GR):

• region obejmujący zarówno FC, jak i DFC
• składający się z granulek 150-200 Ǻ w Ø
• region bogaty w granulki ze względu na obecność cząsteczek RNP
• o frakcji ok. 75 proc, zajmuje największą frakcję całkowitej objętości nukleolu
• choć nukleol nie jest związany z błoną, dzięki obecności GC, granica z otaczającą chromatyną i nukleoplazmą jest zwykle wyraźna.

Istotnym (dodatkowym) składnikiem nukleolu jest chromatyna, która wnika do organelle z otaczającej go nukleoplazmy.

Ciągły związek między nukleoplazmą a wewnętrznymi częściami nukleolu istnieje poprzez sieć kanałów nukleolarnych. W ten sposób makromolekuły o masie cząsteczkowej do 2000 kDa są łatwo rozprowadzane po całym nukleolu.

Jeszcze jedna struktura jest zidentyfikowana w obrębie nukleolu i jest określana jako wakuola nukleolarna. W nukleolusie znajduje się wiele wakuoli jąderkowych, ale pozostaje niejasne, czy służą one jakiemuś funkcjonalnemu lub strukturalnemu celowi.

Pomimo że „trójdzielna” organizacja (FC, DFC, GC) nukleolu jest powszechnie akceptowana, zaproponowano, że ta szczególna organizacja jest obserwowana tylko u wyższych eukariontów i że wyewoluowała ona z organizacji dwudzielnej wraz z przejściem od anamniotes do amniotes. Odzwierciedlając znaczny wzrost w regionie intergenicznym rDNA, pierwotny element fibrylarny rozdzieliłby się na FC i DFC (Thiry i Lafontaine 2005).

Jąderko i transkrypcja rDNA/przetwarzanie rRNA/zespół rybosomów

Zespół jąderka występuje nielosowo. Jąderka powstają wokół specyficznych loci genetycznych zwanych regionami organizującymi jąderka (NOR’s). Wcześniej opisane przez McClintocka jako „element organizujący jąderko”, NOR składa się z tandemowych powtórzeń genów rRNA, które są obecne w wielu kopiach w całym genomie. Ludzki genom, na przykład, zawiera ponad 200 kopii genu rRNA i są one skupione na pięciu różnych chromosomach. U typowego eukariota gen rRNA składa się z promotora, wewnętrznych i zewnętrznych odstępów transkrypcyjnych (ITS/ETS), sekwencji kodujących rRNA (18S, 5,8S, 28S) oraz zewnętrznego „nie” odstępu transkrypcyjnego (Alberts i wsp. 2002).

W biogenezie rybosomów niezbędne są trzy eukariotyczne polimerazy RNA (pol I, II, III), które działają w sposób skoordynowany. W początkowej fazie geny rRNA są transkrybowane przez RNA pol I jako pojedyncza jednostka w nukleosomie. Aby transkrypcja mogła się odbyć, koniecznych jest kilka czynników związanych z pol I oraz specyficznych dla rDNA czynników transaktywujących. U drożdży najważniejsze z nich to UAF (upstream activating factor), TBP (tata-box binding protein) i CF (core factor), które wiążą elementy promotora i tworzą kompleks preinicjacyjny (PIC), który jest z kolei rozpoznawany przez pol I.

U ludzi podobny PIC jest montowany z SLI, czynnikiem selektywności promotora, który składa się z TBP i czynników związanych z TBP (TAF), IF, czynnikiem inicjacji transkrypcji, i UBF, czynnikiem wiążącym upstream.

Transkrypcja genu rybosomalnego daje długą cząsteczkę prekursorową (45S pre-rRNA), która nadal zawiera wewnętrzny transkrybowany sapcer (ITS) i zewnętrzny transkrybowany odstęp (ETS). Dalsze przetwarzanie, które obejmuje metylację i aktywność endo/eksonukleazy, jest zatem konieczne do wytworzenia cząsteczek 18S rRNA, 5,8S i 28S rRNA. Enzymy modyfikujące RNA są doprowadzane do odpowiednich miejsc rozpoznawania poprzez interakcję z przewodnimi RNA, które wiążą te specyficzne sekwencje. Prowadzące RNA należą do klasy małych jąderkowych RNA (snoRNA), które są złożone z białkami i istnieją jako cząsteczki małych jąderkowych rybonukleoprotein (RNP) (snoRNP).

Po przetworzeniu rRNA cząsteczki rRNA są gotowe do złożenia w rybosomy. Jednakże, dodatkowa cząsteczka RNA, 5S rRNA, jest niezbędna do tej biogenezy. U drożdży sekwencja 5S rDNA znajduje się w zewnętrznej „nie” transkrybowanej przestrzeni i jest transkrybowana w nukleolusie przez RNA pol III. U wyższych eukariontów i roślin sytuacja jest bardziej złożona, gdyż sekwencja 5S rDNA leży poza NOR i jest transkrybowana w nukleoplazmie, po czym jest importowana do nukleolu, by uczestniczyć w montażu rybosomu. W składaniu tym bierze udział nie tylko rRNA, ale także białka rybosomalne. Geny kodujące te r-białka są transkrybowane przez pol II w nukleoplazmie „konwencjonalną” drogą syntezy białek (transkrypcja, obróbka pre-mRNA, jądrowy eksport dojrzałego mRNA i translacja na cytoplazmatycznych rybosomach). Dojrzałe białka r są następnie reimportowane do nukleolu. W wyniku asocjacji i dojrzewania rRNA i r-białek powstają podjednostki 40S i 60S rybosomu. Są one eksportowane przez jądrowe kompleksy porowe do cytoplazmy, gdzie pozostają wolne lub wiążą się z retikulum endoplazmatycznym (Alberts i wsp. 2002; Cooper i Hausman 2007).

Organizacja i dynamika jąderek

Wielu białek jąderkowych i małych jąderkowych RNA (snoRNA) łączy się w celu utworzenia mechanizmów przetwarzania wymaganych w biogenezie rybosomów. Biorą one udział w modyfikacji powstających transkryptów rRNA poprzez metylację (2′-O-metylacja/pseudouridylacja) i endonukleolityczne rozszczepianie pre-RNA. Te etapy przetwarzania są głównie ograniczone do DFC (dense fibrillar component), co ujawnia obecność tych snoRNP (small-nuclear-ribonucleoprotein particles) tworzących białka, np. fibrylarynę, nukleolinę i U3 snoRNA. Białka B23 i NOP52, zaangażowane w późniejsze etapy przetwarzania. są zlokalizowane w GC (granular component).

Wynika z tego, że organizacja nukleoli jest wysoce regulowana i zależna od etapów przetwarzania rRNA. Obserwacje te doprowadziły również do hipotezy, że transkrypcja rDNA musi zachodzić w FC (centrum fibrylarne) lub na styku FC i DFC, ze względu na wektorowy ruch transkryptów pre-RNA na zewnątrz, podczas gdy są one przetwarzane w celu uzyskania dojrzałego rRNA.

Jeżeli weźmiemy pod uwagę kompletny zestaw białek i RNA potrzebnych w biogenezie rybosomów, możemy założyć, że nukleol powstaje po prostu dlatego, że pewne białka, zaangażowane w transkrypcję genów rDNA, wiążą się ze swoimi docelowymi regionami, a wokół nich spontanicznie gromadzą się wszystkie elementy zaangażowane w modyfikację powstających rRNA. Organizacja zachodzi zatem jako konsekwencja biogenezy rybosomów.

W celu uzyskania szczegółowego obrazu tego szczególnego procesu montażu zastosowano wiele metod eksperymentalnych. Najważniejsze z nich to znakowanie białek fluorescencyjnych, w którym interesujące nas białko jest łączone z białkiem fluorescencyjnym, takim jak „białko zielonej fluorescencji” (GFP) oraz Fluorescencyjne odzyskiwanie po fotobieleniu (FRAP), które polega na znakowaniu białka białkiem fuzyjnym, po czym cząsteczki fluorescencyjne w badanym obszarze są wybielane laserem. Intensywność fluorescencji w badanym obszarze powróci na skutek dyfuzji na zewnątrz wybielonych cząsteczek i dyfuzji do wewnątrz cząsteczek nie wybielonych. Pierwsze podejście pozwala na śledzenie ruchu kompleksu fluorescencyjnego (3D+czas), a drugie umożliwia pomiar czasu przebywania (czasu spędzonego w określonym obszarze) białka fluorescencyjnego (innymi słowy, pomiar ruchliwości wewnątrzkomórkowej).

Obydwie metody eksperymentalne opierają się na możliwości znakowania całej gamy białek związanych z jąderkiem, takich jak białka nukleolarne, histony, białka wiążące DNA, czynniki transkrypcyjne i spliceosomy. Śledzenie i mierzenie czasu przebywania znakowanych białek pozwoliło na wykazanie szybkości asocjacji/dysocjacji białek jąderkowych z innymi komponentami jąderkowymi, ciągłej wymiany białek pomiędzy jąderkiem a nukleoplazmą podczas interfazy oraz zaangażowania tych białek jąderkowych w inne domeny jądrowe. Stwierdzono na przykład, że ciała Cajala (CB) s± wzbogacone w małe j±drowe i j±drowe rybonukleoproteiny oraz że zawieraj± one kilka białek przetwarzaj±cych zwi±zanych z j±drami, takich jak fibrylina. Dlatego zaproponowano, że powinien istnieć funkcjonalny związek pomiędzy jąderkami i ciałkami Cajala (Hernandez-Verdun 2006a, 2006b).

Kilka obserwacji eksperymentalnych wskazuje, że rekrutacja elementów tworzących jąderka odbywa się w sposób nielosowy i jest regulowana przez progresję cyklu komórkowego. Podczas mitozy maszyneria transkrypcyjna pozostaje ściśle związana z rDNA. Jednakże, transkrypcja jest represjonowana przez kompleks kinazy białkowej cykliny B/Cdk1 (PMF). Kompleks ten jest aktywowany na początku mitozy i represjonuje aktywność jądrową poprzez fosforylację szeregu kinaz białkowych lub białek strukturalnych zaangażowanych w rearanżacje komórkowe niezbędne do prawidłowego podziału komórki. Dopiero pod koniec mitozy, kiedy PMF jest degradowany przez proteolityczne rozszczepienie cykliny B, jąderka ponownie gromadzą się wokół miejsc rDNA w odpowiedzi na ponowne rozpoczęcie transkrypcji rDNA. Białka nukleolarne, w przeciwieństwie do białek bior±cych udział w transkrypcji, s± zlokalizowane na obrzeżach chromosomów w fazie M cyklu komórkowego. Można to uwidocznić za pomocą znakowania białkami fluorescencyjnymi (Fluorescent Protein Tagging). W momencie przejścia z telofazy do G1, większość z nich grupuje się w ciałka prenukleolarne (PNB). To właśnie te PNB dokonują translokacji z chromosomów do miejsc, w których rozpoczęła się transkrypcja rDNA. Uważa się, że PNB funkcjonuj± jako platforma montażowa i rezerwuar kompleksów białkowych, które uwalniaj± białka przetwarzaj±ce w miejscach transkrypcji rDNA. Białka wczesnego przetwarzania, takie jak fibrylaryna, są rekrutowane w odpowiedzi na spadek aktywności cykliny B/Cdk1, podczas gdy białka późnego przetwarzania, takie jak B23 i Nop52, są rekrutowane w odpowiedzi na aktywność kinazy zależnej od cykliny (cdk). W ten sposób różne białka przetwarzające mogą być uwalniane dokładnie w czasie, gdy są potrzebne podczas syntezy rRNA (Hernandez-Verdun 2006a, 2006b).

Choroby ludzkie związane z jąderkiem

Choroby ludzkie związane z nieprawidłowym funkcjonowaniem jąderka mogą być spowodowane przez infekcje wirusowe, zwiększoną aktywność jąderka lub po prostu przez wrodzone mutacje wpływające na białka jąderkowe.

Jeśli wirus zawiera w swoim genomie sygnał ukierunkowania na jąderko (NOS), jakaś cząsteczka wirusowa będzie skierowana w stronę jąderka. Tak jest w przypadku ludzkiego wirusa niedoboru odporności (HIV), który kieruje białko HIV-1 Rev do nukleolu. Poprzez interakcję z białkiem jąderkowym B23 spełnia ono swoją rolę regulując splicing mRNA HIV-1, ponieważ promuje eksport nie splicingowanego mRNA do cytoplazmy. Zaproponowano, że białko Rev jest zlokalizowane w nukleolu w celu zapewnienia alternatywnej drogi translokacji wirusowego (niesplicowanego/częściowo splicowanego) mRNA z nukleoplazmy do cytoplazmy. W ten sposób wirusowe mRNA jest chronione przed degradacją (która normalnie miałaby miejsce w celu ochrony komórki przed translacją pre(nieprzetworzonego)-mRNA).

Zwiększona aktywność jąderkowa będzie miała wpływ na nadprodukcję rybosomów, co w końcu doprowadzi do nowotworzenia i genezy guza. Kluczowym czynnikiem w tych dysfunkcyjnych nukleolach jest białko c-myc, produkt proto-onkogenu c-myc. Stymuluje ono biogenezę rybosomów poprzez bezpośrednią regulację pol I, wpływając na transkrypcję pol II, III oraz poprzez asocjację z komponentem SL1 kompleksu preinicjacyjnego, co zwiększa efektywność rekrutacji pol I do kompleksu preinicjacyjnego.

Opisano ponadto kilka wrodzonych mutacji wpływających na białka jąderkowe: Zespół Weine’a, Zespół Treachera Collinsa oraz zespół wrodzonej dyskeratozy (Hernandez-Verdun 2006a, 2006b; Raška i wsp. 2006).

Dominacja nukleolarna

Dominację nukleolarną wykazano również w przypadku genów rRNA. U niektórych organizmów, zwłaszcza roślin, gdy dwa jądra są łączone w jedną komórkę podczas hybrydyzacji, rozwijający się organizm może „wybrać” jeden zestaw genów rRNA do transkrypcji. Geny rRNA drugiego rodzica są tłumione i generalnie nie ulegają transkrypcji, choć czasami może dojść do reaktywacji tłumionych lub „gorszych” genów rRNA. Ta selektywna preferencja transkrypcji genów rRNA jest określana mianem dominacji jąderkowej.

• Alberts, B., D. Bray, J. Lewis, M. Raff, K. Roberts, and J. D. Watson. Molecular Biology of the Cell, 2nd edition. Nowy Jork: Garland Publishing, 1989. ISBN 0824036956.

• Alberts, B., A. Johnson, J. Lewis, M. Raff, K. Roberts, and P. Walter. 2002. Molecular Biology of the Cell, 4th edition. New York: Garland Science. ISBN 0815332181.

• Cooper, G. M., and R. E. Hausman. 2007. The Cell: A Molecular Approach. Washington, DC: ASM Press. ISBN 9780878932191.

• Hernandez-Verdun, D. 2006a. [http://www.springerlink.com/content/75n545v0g3186830 Nukleolus: Od struktury do dynamiki. Histochem Cell Biol 125: 127-137. Retrieved July 8, 2008.

• Hernandez-Verdun, D. 2006b. The nucleolus: A model for the organization of nuclear functions. Histochem Cell Biol 126: 135-148. Retrieved July 8, 2008.

• Khadzhiolov, A. A. 1985. The Nucleolus and Ribosome Biogenesis. Wien: Springer-Verlag. ISBN 3211817905.

• Olson, M. O. J. 2004. The Nucleolus. Georgetown, TX: Landes Bioscience/ Eurekah.Com. New York: Kluwer Academic/Plenum Publishers. ISBN 0306478730.

• Olson, M. O. J., and M. Dundr. 2005. The moving parts of the nucleolus. Histochem Cell Biol 123: 203-216. Retrieved July 8, 2008.

• Raška, I., P. J. Shaw, and D. Cmarko. 2006. New insights into nucleolar architecture and activity. International Review of Cytology 255: 177-235. Retrieved July 23, 2008.

• Thiry, M., and L. J. Lafontaine. 2005. Birth of a nucleolus: The evolution of nucleolar compartments. Trends in Cell Biology 15 (4). Retrieved July 8, 2008.

• Thiry, M., and G. Goessens. 1996. The Nucleolus During the Cell Cycle. New York: Springer; Austin, TX: R.G. Landes. ISBN 3540613528.

Wszystkie linki pobrane 14 grudnia 2018.

• Nukleolus pod mikroskopem elektronowym II.

Akrosom | Chloroplast | Cilium/Flagellum | Centriole | Retikulum endoplazmatyczne | Aparat Golgiego | Lizosom | Melanosom | Mitochondrium | Miofibryle. | Jądro komórkowe | Parentosom | Peroksysom | Plastyd | Rybosom | Wakuola | Pęcherzyk

.